动物李斯特菌病

单核细胞增生李斯特菌是家畜李斯特菌病最主要的病原体，目前已发现多种血清型；此外，其他致病性李斯特菌种亦有报道。李斯特菌种为小型、能运动的革兰阳性无芽孢兼性厌氧杆菌，呈类白喉棒状形态，过氧化氢酶阳性，可在较宽温度范围 (4–44°C [39–111°F]) 内生长。该菌体耐受洗涤剂、消毒药剂，可在阴冷潮湿环境内存活数年。

李斯特菌在 4°C 下的生长能力是重要的诊断依据，有助于从脑组织中分离该菌，或在杂菌存在背景下检出李斯特菌；在低于常规培养温度的环境中富集该菌的过程称为冷增菌。部分样本无需冷增菌即可分离到菌体，同时存在其他增菌培养方案。

在微需氧环境下，可提升初代分离阳性率。单核细胞增生李斯特菌为广泛分布的环境腐生菌，生存于植物-土壤生态系统。现已从至少 42 种家养 / 野生哺乳动物、29 种禽类，以及鱼类、甲壳类、昆虫、污水、水源、青贮饲料与其他饲粮、牛乳、奶酪、胎粪、粪便、土壤中分离获得 (1)。

单核细胞增生李斯特菌天然储存宿主为土壤、哺乳动物消化道，二者持续污染植被。放牧动物采食带菌植被，进一步加重土壤与植被污染。动物间传播似主要通过粪口途径发生；研究证据表明，其他传播途径对于维持该病原的存续并无显著意义 (1).

温带与寒冷气候冬春季节李斯特菌病高发；温暖季节动物聚集于潮湿污染水源周边时也易暴发疫情。李斯特菌病传统上与青贮饲喂高度相关：变质青贮 pH 值偏低，适宜单核细胞增生李斯特菌大量增殖。据报道，饲喂劣质青贮饲料后常出现群体暴发。日粮中剔除或更换青贮饲料通常可终止李斯特菌病扩散，但间隔数月再次饲喂同一批变质青贮仍会新发病例。

2025 年一项针对反刍动物李斯特菌病的荟萃分析表明，青贮饲喂与发病的关联不如以往认知直接 (2)。其他感染来源：残留潮湿粪便污染饲料的饲槽、腐烂圆捆青贮、霉变杂草饲喂台、其他受潮污染饲草，或是患病动物排泄物（粪便、乳汁、尿液、眼鼻分泌物）造成环境污染。

单核细胞增生李斯特菌以腐生形式存活于土壤，在受动物污染的阴冷潮湿环境中长期存活，可侵入多种动物机体引发侵袭性感染。李斯特菌感染主要分为四类：菱脑炎、败血症、流产、隐性潜伏感染；心脏、眼部病变相对少见。

主要暴露途径为经口摄入；依靠多种介导细胞侵袭、免疫逃逸的毒力因子侵入宿主细胞。反刍动物发生神经型李斯特菌病时，病原体可沿脑神经（以三叉神经最为常见）轴突迁移至脑干，并可能通过脑内轴突迁移扩散至大脑其他区域。脑内微脓肿是李斯特菌病特征性病理变化。反刍动物弥漫性脑膜炎、脑膜脑炎鲜有报道。李斯特菌可穿透消化道、胎盘、血脑屏障等组织屏障。该跨屏障侵袭能力对应败血症型、心脏损伤型、生殖损伤型发病分型。

所有易感动物均可出现不同类型李斯特菌病，对应特征性临床综合征分类如下：

• 成年反刍动物：菱脑炎（偶发于驼科动物）

• 大多数物种：流产、围产期幼畜死亡

• 新生反刍动物、单胃动物：败血症（偶发于驼科动物）

• 家禽：败血症伴心肌坏死、肝坏死（或二者同时出现）

驼科动物心脏病变、反刍动物原发性眼部损伤（“青贮眼”）临床报道相对少见。

败血症/内脏型李斯特菌病高发于单胃动物，包括猪、犬、猫、家兔、野兔及其他多种小型哺乳动物；此类动物可参与单核细胞增生李斯特菌的传播循环。瘤胃尚未发育完善的幼龄反刍动物也会发生内脏败血症型李斯特菌病。成年家养反刍动物、鹿发生败血症虽有报道，但病例罕见。败血症型病变仅侵袭内脏脏器，不累及脑部，特征性核心病变为肝脏局灶性坏死。

所有家养动物（反刍动物尤为易感）全妊娠期子宫均可被单核细胞增生李斯特菌感染，可诱发胎盘炎、胎儿宫内感染死亡、流产、死胎、新生幼畜死亡、子宫炎，部分动物可转为外观健康的持续性带菌个体。子宫炎对母畜后续繁殖性能几乎无不良影响；但患病动物可经阴道分泌物、乳汁持续排出李斯特菌，排菌周期可达 1 个月及以上。

患病动物可转为隐性带菌宿主，通过粪便、流产分娩液、泌乳期乳汁及其他各类机体分泌物向外排出单核细胞增生李斯特菌。经消化道摄入引发的感染多定植于肠壁，造成动物长期粪便排菌。学界现有假说：饲喂污染青贮饲料可造成全群近乎 100% 个体发生隐性潜伏感染，但仅极少数动物会表现出李斯特菌病临床症状。

据报道，部分动物（家禽、驼科动物、人类）可出现李斯特菌病心脏损伤相关症状；心肌坏死是家禽李斯特菌病特征性病理病变。已有文献报道驼科动物感染李斯特菌后可出现壁性、瓣膜性心内膜炎。

李斯特菌病临床症状随受累靶器官不同存在明显差异。反刍动物神经型李斯特菌病临床症状由受损脑神经、菱脑炎发病位置与病变累及范围决定。最典型神经症状均呈不对称分布，具体包括：

• 三叉神经和面神经麻痹

• 患侧肢体无力

• 转圈

• 吞咽困难

• 全身性衰竭体征：精神沉郁、卧地无法站立

绝大多数典型临床症状由第 Ⅴ、Ⅶ、Ⅷ 对脑神经损伤引发；但第 Ⅲ - Ⅻ 对脑神经均可出现对应损伤与特征体征。此外，网状激活系统病变、脊髓长传导束受损会进一步加重精神沉郁、肢体无力表现（附图：患李斯特菌山羊，面神经麻痹、大量流涎、多脑神经功能缺损）。

继发吞咽困难、持续性大量流涎可诱发重度脱水、代谢性酸中毒、机体电解质紊乱。第 Ⅴ、Ⅶ 对脑神经功能受损会导致动物无法自主眨眼、泪液分泌不足，进而继发眼部损伤。

李斯特菌病，山羊面神经麻痹

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面神经麻痹患病山羊（神经型李斯特菌病，面神经和三叉神经损伤）

图片由 Thomas Lane 博士提供。

李斯特菌病，山羊流涎

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大量流涎患病山羊，面神经和三叉神经受损引发持续性流涎

图片由 Philip Scott 博士提供。

李斯特菌病，母牛脑神经缺损

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青年母牛神经型李斯特菌病临床表现精神沉郁、头部歪斜、患侧耳下垂、舌外伸、眼球内陷。威胁反射试验中患畜无法自主眨眼，但可回缩眼球，瞬膜能够覆盖角膜。

图片由 Sarah Depenbrock 博士提供。

神经型李斯特菌病可感染各日龄、各性别动物，多呈散发流行，偶见大规模群体暴发。神经型李斯特菌病在同一场可连续多年反复发病。疫病暴发期间，通常仅小比例家畜出现临床发病；极端情况下发病占比可大幅升高。

绵羊、山羊神经型李斯特菌病病程进展迅猛，重症病例出现临床症状后 24-48 小时即可死亡。牛的病程一般相对缓和。动物治愈率个体差异极大，规范开展治疗后部分个体可完全康复。

发病初期患病动物食欲废绝、精神萎靡、定向感知障碍；自主冲撞围栏边角、倚靠固定物体，持续向病变一侧转圈。病变一侧常出现特征性面神经麻痹：耳下垂、口鼻歪斜、嘴唇松弛、眼睑下垂；同时伴随威胁反射消失、持续性流涎两大典型体征。咀嚼肌群轻瘫或完全麻痹，草料极易嵌塞于颊囊内部。疾病终末期动物倒地，倒地后仅能固定侧卧于病变一侧。（参见神经型李斯特菌病异常眼睑反射视频。）

山羊异常眼睑反射与威胁反射

视频

驼科动物亦可发生神经型李斯特菌病，但发病率更低，临床症状与反刍动物高度相似。

猪李斯特菌病相对少见：成年猪以脑炎为主，1 月龄以内仔猪发生败血症，猪感染后病程短、致死速度快。

李斯特菌诱发的生殖损伤典型表现：妊娠晚期无任何前驱症状突发流产；本病全妊娠期均可发病。胎儿多在宫内死亡，同时伴随死胎产出、新生幼畜死亡。现有文献统计流产率波动范围极大，平均流产比例约 13% (2)。子宫炎继发母猪致命败血症的病例十分罕见。同一牧场通常不会同时暴发脑炎型、流产型两类李斯特菌病。

患病动物胎盘可见典型胎盘炎病变：子叶坏死、质地脆、呈暗红色，子叶间组织增厚浑浊，附着褐色炎性渗出物。流产胎儿自溶程度轻重不一，肝脏、肺部可检出细小坏死灶。（参见大动物流产。）

家禽李斯特菌心脏损伤分型合并全身性败血症，患病家禽死亡前精神萎靡、活动减少。驼科动物李斯特菌性心内膜炎症状：肢体无力、呼吸道异常、发热、心脏杂音。

李斯特菌病大体病变

神经型李斯特菌病：除脑膜充血或脑干呈红色外，肉眼可见的大体病变极为少见。病变位置、病程慢性化特征佐证病菌沿神经轴突侵入脑干，并由脑干向脑部其他区域扩散，扩散位置、累及范围病例间存在明显差异。镜下组织病变分布于脑干全部脑神经核（第 Ⅲ - Ⅻ 对脑神经核）、脑干、上颈脊髓、中脑、丘脑、海马、基底核、大脑皮层、小脑。

败血症型李斯特菌病：全身各脏器均可检出细小坏死灶，肝脏为最高发部位。3 周龄以内死亡犊牛，除肝脏局灶性坏死外，常伴随重度出血性胃肠炎。

流产胎儿大体病理变化：胎儿自溶程度从轻到重不等，体腔蓄积清亮至血性浆液，肝脏遍布大量细小坏死灶。脾脏、肺脏等其他内脏亦可检出坏死病灶。皱胃黏膜可见直径 1-3 mm 浅表糜烂，胎儿自溶改变会掩盖该类黏膜损伤。皱胃内容物革兰染色涂片可检出大量革兰阳性多形球杆菌（参见死后脑干组织显微照片）。

单核细胞增生李斯特菌，病死动物脑干死后组织显微标本

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李斯特菌病死动物脑干组织印片。镜下可见大量革兰阳性单核细胞增生李斯特菌。革兰氏染色，高倍镜。

图片由 John Prescott 博士提供。

• 临床症状

• CSF 分析

• 细菌培养、免疫荧光检测或 PCR 检测

脑脊液分析结果可辅助神经型李斯特菌病的生前诊断。腰荐段脑脊液可局部麻醉后采集样本。典型李斯特菌病例脑脊液蛋白浓度升高，以大型单核细胞为主的轻度白细胞增多；判读需严格参照对应物种专属参考区间。

对脑脊液样本开展细菌培养、PCR 或其他分子检测，分离并鉴定出单核细胞增生李斯特菌即可确诊本病。败血症型李斯特菌病可通过血液培养或 PCR 检测进行确诊。流产型李斯特菌病可通过对胎盘和胎儿组织进行细菌培养、PCR 等分子技术检测来诊断。组织样本可同步开展免疫荧光试验。

多种疫病均可造成反刍动物神经症状；动物同时出现精神沉郁、不对称脑神经功能缺损时，应高度怀疑李斯特菌病。中耳炎、脑脓肿、寄生虫脑部移行等病变可诱发单侧、不对称神经功能障碍，需纳入鉴别范围。引发动物沉郁、卧地不起的其他疾病鉴别：狂犬病、血栓栓塞性脑膜脑炎、其他类型脑炎、脑灰质软化，以及酮病、败血症等全身性疾病；上述疫病极少同时出现不对称脑神经缺损体征。

脑部存在占位性病变（如脑脓肿、中耳炎或中枢神经系统寄生虫移行）的动物，可出现重叠或类似的非对称性神经功能障碍（如转圈）及本体感觉缺失；然而，除非病灶累及脑神经或其神经核，否则通常不会出现脑神经功能缺损。前庭疾病在生长反刍动物中并不少见；患畜可出现同侧自发性眼球震颤或斜视，但通常精神尚佳、反应灵敏，且不伴三叉神经功能障碍。若具备条件并拟投入相应资源开展生前诊断，可借助脑脊液分析（如细胞学评估、蛋白浓度测定、细菌培养及 PCR 等分子诊断技术）或 CT、MRI 等影像学检查，对上述疾病进行进一步鉴别诊断。

死后诊断的首选样本：中枢神经系统受累病例的脑组织，流产病例的胎盘及胎儿，以及败血症型病例的病变组织（如肝脏）。已从临床患病反刍动物血液、脑脊液、鼻分泌物、尿液、粪便、胎盘、胎儿、乳汁中分离获得单核细胞增生李斯特菌。血清学检测不用于常规临床诊断：大量健康动物曾接触李斯特菌，体内可检出高滴度抗体，无确诊价值。

• 全身注射抗菌药物

• 支持疗法

李斯特菌病康复效果完全取决于早期、足量、积极开展抗菌治疗。病情越重，预后越差，尤其是倒地不起、无法站立的患畜。

已有文献报道，单核细胞增生李斯特菌临床分离株对多种人医、兽医临床常用药物具备体外敏感性 (3, 1)。兽医临床常用于李斯特菌感染且已报道有效的药物包括：青霉素、氨苄西林、土霉素、红霉素、氟苯尼考及复方新诺明（甲氧苄啶/磺胺）。据报道，来自动物的李斯特菌分离株对兽医临床常用的大多数抗菌药物类别均已表现出耐药性。临床样本药敏试验可指导精准给药方案。

美国暂无获批专门用于治疗反刍动物李斯特菌病的抗菌兽药。

在具备有效兽医-畜主-动物诊疗关系前提下，可超标签使用获批抗菌药治疗李斯特菌病，但操作必须严格遵循兽药使用澄清法案的相关规定。美国境外地区，李斯特菌病超标签抗菌药使用需遵守当地法律法规。

李斯特菌患病动物中枢神经系统抗菌药物浓度相关研究数据尚不充分；但脑部炎症会破坏血脑屏障，相较于健康动物，抗菌药物更易进入发炎脑组织，现有药物组织分布数据多基于健康动物试验。

历史上，反刍动物神经型李斯特菌病首选超标签高剂量青霉素。但出于兽药残留管控、药品采购难度、每 12 小时肌肉注射的操作限制，部分兽医选用替代抗菌药物。

宜尽早启用可经静脉给药的抗菌药物治疗，尤其在存在组织灌注不良的病例中。推荐使用水溶性青霉素（如青霉素钾），剂量为 22,000 至 44,000 U/kg，静脉注射，每 6 小时一次。病情好转后更换普鲁卡因青霉素 G，剂量为 22000 至 44000 U/kg，肌肉注射，每 12-24 小时一次；普鲁卡因青霉素 G 严禁静脉推注 (4, 5, 6)。

青霉素常用替代药物包括土霉素和氟苯尼考。二者均为脂溶性药物，具备一定血脑屏障穿透能力；但氟苯尼考脂溶性显著高于其余同类药物。土霉素初始治疗采用标签标准剂量 10 mg/kg，静脉注射，每 24 小时一次；组织灌注改善后改为 20 mg/kg，皮下注射，每 48 小时一次；给药剂量、途径、频次均符合药品标签规范 (5, 7)。

注射用氟苯尼考可按照牛专用标签剂量、给药途径，用于反刍动物神经型李斯特菌病治疗。抗菌治疗的疗程取决于患畜的治疗反应。若临床症状尚未完全缓解，疗程可适当延长，超出药品标签所标注的使用期限。应具体结合患畜的品种、用途及并发疾病，审慎选择抗菌药物。例如，通常不推荐对产奶动物使用氟苯尼考，因其药品标签明确规定禁止用于 ≥20 月龄的奶牛，且存在乳汁药物残留期极长的风险。

应考虑特定抗菌治疗的禁忌症。脱水、低血容量或原有肾脏疾病的动物，使用土霉素等潜在肾毒性药物可导致肾损伤；在此类情况下，宜在给药前或联合治疗中辅以液体疗法，尤其在使用土霉素时。所有超标签用药（物种、养殖类别、日龄、适应症、剂量、给药途径、注射体积、给药频次、疗程任一偏离标签），必须出具具备科学依据、充分延长的畜禽产品休药期方案。

通常需要抗炎治疗。可使用非甾体抗炎药，如氟尼辛葡甲胺（1.1–2.2 mg/kg，静脉注射，每 24 小时一次 [8]）或类固醇，如地塞米松（0.1–0.5 mg/kg，肌注或静脉注射，每 24 小时一次 [4]）。上述药物不应在反刍动物中联合使用。使用类固醇治疗感染性疾病存在争议，因其可增加李斯特菌的排菌量；妊娠反刍动物接受地塞米松治疗后有流产风险，且风险因物种及妊娠阶段而异。应充分评估抗炎药物的禁忌证，包括存在肾脏疾病、脱水、低血容量或疑似皱胃溃疡的病例。抗炎给药前后可同步补液支持。

对于采食、饮水或活动存在困难的患畜，应予支持治疗。补液纠正电解质紊乱、酸碱失衡为常规操作，食欲废绝、吞咽困难动物尤为必要。吞咽困难的反刍动物可因持续流失富含碳酸氢盐的唾液而发生代谢性酸中毒；同时，体液不足可促进乳酸生成增加，进一步加重代谢性酸中毒。饲喂质地柔软、适口性佳、小块易采食饲料，辅助吞咽困难动物进食。需确保卧地或行动不便的患畜能够方便地获取就近放置的食物和饮水。

对于因重度吞咽困难而无法自主采食的患畜，可通过瘤胃插管投喂浸泡后的颗粒饲料以提供部分营养。对于长期完全丧失采食能力的患畜，可考虑实施瘤胃造瘘术以进行长期饲喂。卧地不起的患畜需定期铺垫洁净、厚实、柔软的垫料，以减少因长期卧地导致的继发性损伤。

合并并发症需配套对应药物与护理方案。部分患病动物会出现瘤胃功能紊乱（李斯特菌病多种诱因均可引发，包含神经功能损伤、全身性重症、吞咽困难），此类动物需额外补充硫胺素，用于治疗或同步预防硫胺素缺乏，以及继发的脑灰质软化症。除此之外，脑灰质软化是具备中枢神经症状反刍动物的核心鉴别病症，因此临床遇到神经异常反刍动物时，硫胺素补充常作为初期经验性治疗的标配方案。因无法自主眨眼继发眼部损伤时，还需使用眼用润滑剂并开展眼部对症治疗。

患病动物经治疗后的恢复进程个体差异显著。总体而言，发病早期即开展治疗的动物应答效果更佳、恢复速度更快；已经卧地不起、重症感染的动物康复预后较差，通常需要更长的完整治疗周期。

患病动物应隔离饲养。预防应侧重于饲料管理与环境卫生。疫病暴发期饲喂青贮的牧场，应立即停用与发病时间关联的青贮原料。避免使用青贮不当或变质的青贮饲料。高酸性青贮可抑制单核细胞增生李斯特菌增殖，行业内已有标准化青贮 pH 调控操作方案。有关反刍动物青贮规范发酵技术，可咨询当地农业技术推广专员，查阅同行评审的反刍动物营养专业文献。

无论是否饲喂青贮，陈旧、潮湿、腐烂变质饲草严禁投喂，饲槽定期清理霉变残留饲料；避免使用附着腐烂杂草、植被的木质饲槽；严格杜绝粪便污染饲料、饮水。

动物李斯特菌疫苗仅停留在试验研究阶段；需综合权衡疫苗潜在收益、使用成本与安全风险，且本病多呈散发，疫苗实际应用价值有限。美国暂无获批商用李斯特菌兽用疫苗。

所有疑似李斯特菌临床病例的样本均存在人感染风险，操作全程必须谨慎防护。流产胎儿、败血症病死动物剖检、感染病变组织接触，属于最高风险操作场景。人类接触流产相关组织可诱发致命脑膜炎、全身性败血症、手臂丘疹性皮炎。妊娠家畜、育龄女性严格规避暴露，防止母体、胎儿受损，引发流产、死胎、新生儿感染。人类高危易感人群：老年人、孕妇、免疫功能缺陷人群。禁止饮用患病动物乳汁。

乳腺炎、流产、外观健康奶牛乳汁均可分离单核细胞增生李斯特菌。乳汁排菌多呈间歇性，但持续排菌周期可达数月。部分巴氏消毒工艺无法完全杀灭菌体，污染乳汁经巴氏消毒后仍具备感染风险。绵羊、山羊乳汁及加工奶酪中同样可检出李斯特菌。

• 动物采食被污染饲料后，单核细胞增生李斯特菌最常侵袭反刍动物脑干，造成不对称局部感染，病菌可进一步扩散至脑部其余区域。

• 发病早期开展注射给药抗菌治疗，患畜恢复效果良好。

• 李斯特菌病是美国重要人畜共患病，美国多个州将其列为法定上报疫病。

• Listeriosis fact sheet.The Center for Food Security and Public Health.

• Bandelj P, Jamnikar-Ciglenecki U, Ocepek M, Blagus R, Vengust M. Risk factors associated with fecal shedding of Listeria monocytogenes by dairy cows and calves.J Vet Intern Med.2018 Sep;32(5):1773-1779.

• Oevermann A, Di Palma S, Doherr MG, Abril C, Zurbriggen A, Vandevelde M. Neuropathogenesis of naturally occurring encephalitis caused by Listeria monocytogenes in ruminants.Brain Pathol.2010;20(2):378-390.

• Bagatella S, Tavares-Gomes L, Oevermannet A. Listeria monocytogenes at the interface between ruminants and humans: a comparative pathology and pathogenesis review.Vet Pathol.2021;59(2):186-210.

• McLane MJ, Schlipf JW Jr, Margiocco ML, Gelberg H. Listeria associated mural and valvular endocarditis in an alpaca.J Vet Cardiol.2008;10(2):141-145.

• Smith MC, Sherman DM.Goat Medicine.3rd ed. Wiley-Blackwell; 2022.

1. Koncurat A, Sukalić T. Listeriosis: characteristics, occurrence in domestic animals, public health significance, surveillance and control.Microorganisms.2024;12(10):2055. doi:10.3390/microorganisms12102055

2. Lopez-Almela I, Sheth CC, Gomis J, Gómez-Martín Á, Lecuit M, Quereda JJ.Epidemiology, clinical and pathological features and outcomes of listeriosis in ruminants: a systematic review and meta-analysis.Vet Q. 2025;45(1):2598257. doi:10.1080/01652176.2025.2598257

3. Dhama K, Karthik K, Tiwari R, et al. Listeriosis in animals, its public health significance (food-borne zoonosis) and advances in diagnosis and control: a comprehensive review.Vet Q. 2015;35(4):211-235. doi:10.1080/01652176.2015.1063023

4. Peek SF, DIvers TJ.Rebhun's Diseases of Dairy Cattle.3rd ed. Saunders; 2018.

5. Constable PD, Hinchcliff KW, Done SH, Gruenberg W, eds.Veterinary Medicine.11th ed. Saunders; 2016.

6. Boileau M, Gilliam J. Brainstem and cranial nerve disorders of ruminants.Vet Clin Food Anim Pract.2016;33:67-99. doi:10.1016/j.cvfa.2016.09.007

7. House JK, Izzo MM, Page SW, Browning GF, Norris JM; Australian Veterinary Association Ltd and Animal Medicines Australia.Antimicrobial prescribing guidelines for dairy cattle.Aust Vet J. 2024;102:143-186. doi:10.1111/avj.13311

8. Landoni MF, Cunningham FM, Lees P. Determination of pharmacokinetics and pharmacodynamics of flunixin in calves by use of pharmacokinetic/pharmacodynamic modeling.Am J Vet Res.1995;56(6):786-794. doi:10.2460/ajvr.1995.56.06.786