爬行动物 的临床操作

蛇类的体格检查

对于具有攻击性的蛇类，或性情未知的蛇类，在打开运输袋并取出动物之前，应先确认头部位置并进行有效保定（参见攻击性蛇类保定方法图片）。通常采用的方法为：用拇指和中指固定枕骨（头骨后部）后方，并支撑头部两侧；食指置于头顶部；另一只手负责支撑蛇体的其余部分。

攻击性蛇类的保定方法

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对于具有攻击性的无毒蛇（或性情未知的蛇类），应一只手支撑并固定头部，另一只手托住身体；对于体型较大的蛇，则需由更多人员共同支撑身体。

图片由 Jessica Comolli 博士提供。

采用上述方式固定蛇头，可支撑颅颈连接部。由于蛇类仅具有一个枕髁，该部位较易发生脱位。检查大型蚺科蛇类时，通常需要第 2、甚至第 3 或第 4 名操作人员共同托举身体。对于体型较大且攻击性较强的蛇类，采用镇静通常比冒着动物、饲养者或工作人员受伤的风险进行徒手保定更加安全、方便。

无毒蛇应根据体型大小采用一只手、两只手或更多只手进行支撑保定。对于神经质或攻击性较强的蛇类，可使用有机玻璃保定管固定，或在检查前给予镇静。检查过程中，应评估蛇类的肌张力、本体感觉及运动能力。患有全身性疾病的蛇通常表现为身体松弛、力量减弱及活动减少。头部姿势、身体姿态、泄殖腔张力、本体感觉、皮肤弹性、缩回反射、瞳孔反射及翻正反射均可用于评价神经系统功能。

应仔细检查全身皮肤，尤其是头部和腹侧鳞片，观察是否存在蜕皮异常、创伤、寄生虫感染（尤其是常见的蛇螨 (Ophionyssus natricis) 及蜱）以及微生物感染。如有近期蜕下的蛇皮，也应一并检查是否存在眼鳞残留。皮肤张力下降及纵向皱褶可能提示恶病质（“消耗性皱褶”）或脱水；蜱和蛇螨常聚集于皮肤皱褶、颊窝、鼻孔及角膜边缘。颊窝（存在者）及鼻孔应保持清洁，无分泌物及残留蜕皮。

除非即将进入蜕皮期，否则眼睛应保持清澈透明。眼鳞是由融合的透明眼睑覆盖于角膜表面形成的结构，其表面应光滑，并应随皮肤一起脱落；若眼鳞表面出现皱褶，通常提示存在眼鳞残留。眼鳞下液体经导管引流至上颌骨前顶部。当导管阻塞时，液体积聚可形成眼鳞下肿胀，并常继发感染。角膜受损可进一步导致全眼球炎及眼球肿胀。眼球后脓肿则表现为大小正常的眼球向外突出。其他眼部疾病还包括葡萄膜炎、角膜脂质沉积以及眼鳞下异物（如木刺或其他异物）。

检查蛇类时，应由头向尾依次触诊头部及身体，检查是否存在肿胀、创伤及其他异常。任何体内异常的位置均应记录其距吻端的距离，并换算为吻泄殖孔长度的百分比，以帮助判断可能受累的器官。刚完成采食的蛇通常因胃内猎物而于身体中段出现隆起，搬动此类个体可能导致食物反流。排卵前卵泡、卵、粪便、器官肿大及肿块均可能通过触诊发现。泄殖腔可使用专用耳镜检查，也可进行指诊。

口腔检查通常留至最后进行，因为多数蛇对这一操作较为抗拒。然而，在张口之前，应首先观察蛇舌是否规律地经上唇切迹（即上唇的小沟）不断伸缩。随后，可使用塑料或木质压舌板轻轻张开口腔，以检查黏膜颜色，并观察口腔内是否存在黏膜水肿、流涎、出血、坏死或浓稠渗出物。口腔内出现白色沉积物可能提示因内脏痛风导致的尿酸盐沉积。应进一步检查整个口腔，包括喉部，观察是否存在出血、异物、寄生虫及分泌物。张口呼吸常提示存在严重的呼吸系统功能障碍。同时，还应检查内鼻孔是否通畅，以及多牙列（即不断替换牙齿）牙齿的状态。

蜥蜴的体格检查

蜥蜴在体型、力量及性情方面差异很大，因此需要采用不同的保定方法。大美洲蜥和巨蜥以咬合力强而著称，而其他物种，尤其是绿鬣蜥，则更常利用爪和尾巴进行防御。处理小型蜥蜴时，最大的困难通常是在其逃跑前完成保定。

蜥蜴应装入牢固系紧的布袋内运输，以便在打开布袋前先确定动物的位置并进行保定。如条件允许，应首先在无保定状态下观察蜥蜴，以获取初始呼吸频率，并检查是否存在神经系统异常。性情温顺的蜥蜴可允许其在诊台或地面上自由活动；但若担心动物或操作人员的安全，或存在逃逸风险，则应将其置于大型塑料容器内进行观察。

大型蜥蜴的最佳保定方法为：将前肢向后贴紧体腔两侧固定，同时将后肢向后贴紧尾基部两侧固定。切勿将四肢向背侧越过脊柱进行固定，否则可能导致骨折或关节脱位。对于神经质的蜥蜴，可用毛巾包裹以辅助保定。小型蜥蜴可抓持肩带部位进行保定，使前肢贴近体腔，但应注意避免影响呼吸运动。

切勿抓握蜥蜴尾部，因为许多物种会通过断尾 (autotomy) 逃避捕获（参见绿鬣蜥断尾图片）。

绿鬣蜥断尾

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断尾是许多（但并非所有）蜥蜴逃避捕食者的一种适应性机制。因此，在体格检查过程中应格外小心，必要时可采用镇静或麻醉，以避免蜥蜴发生断尾。

图片由 Jessica Comolli 博士提供。

遮挡蜥蜴视线（例如用毛巾覆盖头部）通常是最简单、有效的辅助保定方法。对于鬣蜥科及巨蜥类动物，一种实用的保定技术是利用血管迷走神经反射：用手指轻轻同时按压双侧眼眶，可使许多蜥蜴进入持续最长约 45 分钟的木僵状态（或直至受到疼痛刺激或较大的噪声刺激为止）。采用该方法，可在无需过度用力的情况下轻柔地张开口腔。

应仔细检查皮肤是否存在寄生虫（螨和蜱）以及因争斗、交配或烫伤造成的损伤。与蛇一次性整体蜕皮不同，蜥蜴通常分片蜕皮。蜕皮异常及残留蜕皮最常发生于趾部和尾部，可导致局部缺血性坏死。明显的皮肤皱褶及皮肤弹性下降则可能提示恶病质或脱水。

应检查头部是否存在异常外形。口腔可使用钝头（最好为柔性的）压舌板打开，或轻轻按压喉垂使其张口。应仔细检查整个口腔，包括喉部，观察是否存在创伤、感染、肿瘤及水肿，尤其应注意咽部水肿。对于吻端擦伤，应进一步评估其深部损伤程度。鼻孔、眼部及鼓膜鳞应保持清洁，无任何分泌物。部分鬣蜥科蜥蜴鼻孔周围出现干燥的白色物质属于正常现象，这是其通过特化的鼻腺排泄盐分所致。还应检查吻端是否存在创伤，这类损伤常由蜥蜴反复撞击设计不合理的饲养箱，或逃避笼内优势个体攻击所致。应对头部、身体及四肢进行触诊，检查是否存在肿块或肿胀，这些异常可能为脓肿或代谢性骨病所致。

严重低钙血症并伴高磷血症的蜥蜴可表现为间歇性震颤及肌束震颤。多数蜥蜴的体腔均可轻柔触诊，通常可触及胃肠道内食物及粪便、脂肪体、肝脏、卵泡及卵。此外，还可发现膀胱结石、粪石、肾脏肿大、胃肠道阻塞、滞留卵或滞留卵泡，以及其他异常体腔肿块。

应对泄殖腔进行视诊及指诊，泄殖腔周围不应有粪便污染。对于大型鬣蜥类，可通过泄殖腔指诊触及肿大的肾脏。由于蜥蜴难产发生率较高，因此体格检查时应进行性别鉴定。许多蜥蜴物种具有明显的两性异形，但幼体性别鉴定通常较为困难。

龟、陆龟和泽龟的体格检查

中小型陆龟通常不难保定，但其力量较大且往往不配合，可能会增加检查难度（参见小型陆龟保定方法图片）。耐心地将陆龟保持头部朝下的姿势，通常可促使胆怯的个体将头部伸出龟壳。将拇指和中指置于枕髁后方，可防止其将头缩回。然而，对于大型物种，由于其力量较强，操作者可能无法阻止其挣脱。在这种情况下，可能需要采用镇静或麻醉后再进行检查。

小型陆龟的保定方法

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小型、性情温顺的陆龟可按图示方法进行保定：一只手竖直托住龟壳，另一只手固定头部。对于部分物种（如 Testudo spp），可将手指置于口角 (oral commissure) 使口腔保持张开；而对于咬合力较强的物种，则应使用橡胶或软塑料开口器。

图片由 Stephen Divers 博士提供。

攻击性较强的水栖龟类应抓持背甲 (carapace) 后部进行保定。部分物种（如鳄龟）具有较长的颈部及极强的咬合力，因此操作时必须格外谨慎。某些物种的腹甲 (plastron) 前部和（或）后部具有活动铰链，检查时应避免手指被闭合的铰链夹伤。

头部检查应包括观察鼻孔是否存在分泌物，以及喙是否有损伤或过度生长。眼睑应保持张开，无明显肿胀或炎症，眼睛应清澈明亮。结膜炎、角膜溃疡及角膜混浊均为常见临床表现。还应检查鼓膜鳞 (tympanic scales)，观察是否存在提示耳脓肿的局部肿胀。

检查口腔时，可持续按压上、下颌两侧，同时轻轻伸展颈部，即可张开口腔，再放置开口器防止闭合。攻击性较强的龟鳖类（通常为水栖种类）常会张口作出威胁姿势，此时无需过多保定即可较方便地检查口腔。正常情况下，口腔黏膜颜色较淡；充血可能提示败血症或毒血症。黄疸较少见，但严重肝病导致胆绿素血症 (biliverdinemia) 时亦可发生。口腔黏膜内出现苍白色沉积物可能提示感染，或为内脏痛风所致的尿酸盐痛风石 (urate tophi)。喉部位于肥厚舌体后方，通常较难观察，但仍应检查是否存在炎症及声门处分泌物，以判断是否存在呼吸系统疾病。

皮肤应完整，无损伤。水栖龟类似乎更容易发生浅表或深部真菌性皮炎，尤其常见于头部、颈部及四肢。对于中小型龟鳖类，可持续轻柔牵拉缩入壳内的四肢，使其伸出。由于龟壳内体腔空间有限，轻轻将后肢推入龟壳，通常可促使前肢及头部部分伸出；反之亦然。对于具有活动铰链的物种，可放置楔形物或开口器防止龟壳完全闭合。龟鳖类不会主动夹住自己已伸出的肢体。

应仔细检查皮肤是否存在寄生虫（尤其是蜱及蝇蛆）、蜕皮异常、创伤及因捕食者攻击引起的感染。在群体饲养环境中，还应考虑攻击行为及求偶造成的创伤。龟鳖类肢体骨折较其他爬行动物少见，但一旦发生，通常与粗暴操作、跌落及继发性营养性甲状旁腺功能亢进有关。局限性皮下肿胀通常为脓肿，而明显肿大的关节或肢体则更常见于骨折、骨髓炎或关节炎（败血性或痛风性）。

检查时应将龟鳖类保持头朝上、垂直姿势，并触诊双侧股前窝（位于后肢前方的凹陷）。轻轻摇动动物，有助于触及卵、膀胱结石或其他体腔肿块。应检查龟壳的硬度、外形是否正常，以及是否存在创伤或感染。新孵化幼体龟壳柔软、矿化不足属于正常现象，但随后应迅速硬化；若因日粮钙缺乏、磷过量或缺乏全谱光照而发生继发性营养性甲状旁腺功能亢进，则龟壳仍会持续柔软。龟壳塔状隆起目前认为与湿度不适关系更为密切，而不仅仅是营养失衡，其发生机制可能是多因素共同作用的结果。龟壳感染可表现为角质盾片松动、软化，并伴有红斑、瘀点、脓性或干酪样分泌物以及恶臭。

泄殖腔脱垂通常较容易发现，但必须进一步明确脱出的具体组织。脱垂的组织可能包括泄殖腔组织、壳腺、结肠、膀胱或阴茎。建议进一步进行内部检查（包括指诊及内镜检查）以及影像学检查。

爬行动物麻醉前评估与稳定

所有住院爬行动物在整个住院期间均应维持于其最适温度范围内，以尽量减少生理功能紊乱，并促进药物吸收、代谢及麻醉恢复。低体温虽然能够减少动物活动，但并不能提供镇痛作用，因此通常不能作为麻醉方法。此外，低体温还会显著影响各种药物的药代动力学过程，明显延长麻醉恢复时间。

应尽可能完成全面的临床检查，并准确测定体重，尽管某些情况下可能无法实现。所有爬行动物均应评估其水合状态，尤其是体质虚弱或冬眠后个体。对于择期手术（如绝育术），若动物体重不足、脱水或身体虚弱，应先进行数天、数周甚至数月的支持治疗，待一般状况改善后再实施手术。对于非择期手术，则应首先纠正脱水。即使是濒死或发生滞卵的爬行动物，通常也会因术前 24~48 小时的稳定治疗而获益。未经充分稳定即接受手术的爬行动物，更容易发生术中或术后死亡。

口服补液创伤最小，也是最符合生理状态的补液方式，但仅适用于轻度脱水动物。由于存在反流和误吸风险，手术前不宜采用口服补液。体腔内补液更为适宜，但液体吸收往往需要数小时；若计划实施体腔切开术或体腔镜检查，则该方法并不理想。对于需要手术且存在脱水的动物，应根据需要于术前、术中及术后实施静脉或骨内输液治疗。

所有择期手术前均应禁食，以避免胃内容物压迫肺部及术中发生反流。禁食时间应根据不同物种的摄食规律确定，但通常要求术前跳过一个正常采食周期。多数爬行动物手术推荐采用咪达唑仑联合阿片类药物（如氢吗啡酮）进行麻醉前给药（参见表爬行动物常用镇痛药、镇静药及麻醉药）。

爬行动物麻醉诱导

静脉或骨内给予丙泊酚或阿法沙龙能够实现快速、可控的麻醉诱导。这两种药物毒性相对较低，即使误注射至血管外，发生血栓性静脉炎的风险也较小。由于爬行动物（尤其是接受择期手术的健康活跃个体）建立静脉通路往往较为困难，因此这一优势尤为重要。

若建立静脉通路不可行或存在较高风险，则可采用肌内注射药物实现足够的化学保定，以便后续进行气管插管。对于蜥蜴和龟鳖类，肌内注射宜选择前肢肌肉；对于蛇类，则宜选择轴上肌群。氯胺酮＋右美托咪定＋氢吗啡酮的肌内联合用药方案已证实对多种龟鳖类有效，并可使用阿替美唑进行拮抗；必要时，还可联合使用纳洛酮或纳曲酮逆转阿片类药物作用。阿法沙龙在较高剂量肌内注射时同样具有良好的麻醉诱导效果。

有鳞目动物 (Squamata) 还可采用吸入麻醉剂，通过诱导箱、诱导袋或面罩进行麻醉诱导。对于配合良好的蜥蜴和蛇类，诱导通常需 10~30 分钟。龟鳖类及鳄类常出现屏气，因此采用吸入麻醉进行诱导通常并不实用。有文献建议，对意识清醒的动物可先向声门喷洒利多卡因，再实施气管插管；然而，应充分考虑清醒插管所导致的应激增加及儿茶酚胺释放等不良影响。此外，操作人员还可能面临被动物咬伤的风险。

爬行动物麻醉维持

异氟烷和七氟烷是维持麻醉的首选药物。这两种挥发性吸入麻醉剂起效更快、麻醉深度更易调控，并且较大多数其他麻醉药具有更快的苏醒速度。此外，它们几乎不依赖肝脏代谢或肾脏排泄，因此对于体质虚弱或肝、肾功能存在异常的爬行动物，可降低麻醉风险。

爬行动物的气管插管相对简单。可将小号气管导管或导管插入位于舌根后方的声门。操作时，可从下颌下方向下颌间隙施加压力，将舌体向前、向上推起，以利于显露声门。爬行动物的声门会主动张开，因此在麻醉状态下，这种开闭运动通常消失。为便于导管置入，建议在气管导管内放置导丝 (stylet) 作为引导（参见绿鬣蜥气管插管图片和陆龟气管插管视频）。对于部分龟鳖类，气管分叉的位置可能非常靠近头侧；此外，据报道，某些蛇类的气管肺 (tracheal lung) 也具有气体交换功能。因此，这些动物应使用较短的气管导管，并用胶带牢固固定于适当位置。

绿鬣蜥气管插管

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采用无套囊气管导管配合导丝对绿鬣蜥进行气管插管。由于声门仅在主动呼吸时开放，因此对于已发生呼吸暂停的麻醉爬行动物，使用导丝可明显提高插管成功率。

图片由 Stephen Divers 博士提供。

陆龟气管插管

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非鳄类爬行动物没有膈肌。其通气主要依赖肋间骨骼肌（有鳞目）或四肢运动（龟鳖目）完成。在达到外科麻醉平面后，这些肌肉的活动会完全消失，因此必须实施间歇正压通气 (IPPV)。初始通气频率应参考麻醉前测得的呼吸频率，并根据呼气末二氧化碳分压 (end-tidal CO₂) 调整，使其维持在 15~25 mm Hg（参见绿鬣蜥麻醉监测图片）。电动呼吸机能够更加精确地控制通气频率和气道压力。

绿鬣蜥麻醉监测

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采用儿童型主流式呼气末二氧化碳监测仪对麻醉状态下的绿鬣蜥进行监测。图中可见气管导管接头（箭头），当前呼气末二氧化碳值为 14 mm Hg，通气频率为 3 次/分钟。该监测设备还配备了脉搏血氧监测功能，显示心率为 78 次/分钟，血氧饱和度 (SpO₂) 为 100%。虽然 SpO₂ 数值在爬行动物中的准确性尚未得到充分验证，但连续监测其变化趋势仍具有重要临床意义。

图片由 Stephen Divers 博士提供。

爬行动物麻醉监测与哺乳动物略有不同。对于能够诱发眼睑反射和角膜反射的物种（如龟鳖类、鳄类及多数蜥蜴，但蛇类除外），这些反射均具有较高的参考价值。然而，在麻醉过深时，角膜反射会完全消失，而瞳孔大小通常与麻醉深度关系不大；只有当瞳孔固定散大时，才提示麻醉过深、脑缺氧甚至死亡。仅当达到外科麻醉平面时，下颌肌张力以及缩回反射（舌、四肢或尾部）才会消失。此时，动物还会出现翻正反射完全消失、自主运动消失及全身肌肉完全松弛。

心率可通过听诊进行监测，也可在多数蛇类及部分蜥蜴通过观察或触诊心脏搏动进行测定。采用食管或泄殖腔反射式脉搏血氧探头进行脉搏血氧监测，有助于评估脉搏频率及搏动强度。虽然血氧饱和度 (SpO₂) 数值通常较低，且尚未在爬行动物中得到验证，但观察血氧饱和度 (SpO₂) 变化趋势仍具有较高临床价值。此外，还可利用多普勒超声监测外周动脉或心脏血流。血气分析结果常受到心内分流或肺内分流的影响，尤其是在水栖物种中更为明显。然而，呼气末二氧化碳监测已被证实是监测爬行动物麻醉状态的一种可靠方法。

手术接近结束时，应停止吸入麻醉气体，但仍应继续人工通气 5~10 分钟，以促进麻醉气体排出体外。随后，可停止供氧，改用球囊面罩输送室内空气，以促进动物恢复自主呼吸。

爬行动物术后支持

当动物恢复自主呼吸后，可将其转移至保温箱或饲养箱内继续恢复。在翻正反射恢复且动物能够自主活动之前，应持续进行监测。此外，应根据动物具体情况继续提供镇痛、液体治疗及营养支持。

爬行动物的放射学检查

爬行动物存在多种解剖学特点，使获取高质量 X 线片较为困难。多数宠物爬行动物体型较小，且缺乏弥散性体脂，因此影像对比度通常较低。厚而高度角化的鳞片、骨板或龟甲均可明显削弱 X 线穿透能力，因此需要提高曝光剂量，而这又会导致软组织细节分辨率下降。

尽管存在上述困难，目前大多数高性能数字化 X 线设备均可获得质量较好的爬行动物影像。采用高分辨率屏/胶片组合（如乳腺摄影胶片）或牙科 X 线设备通常能够获得更高的图像分辨率，对于标本或感兴趣区域较小时的检查尤其有帮助。还可使用各种造影剂提高影像对比度。30% 硫酸钡可用于胃肠道造影检查；水溶性碘造影剂（如碘海醇）可用于胃肠道、泌尿生殖系统及静脉造影检查。对于蜥蜴，向体腔内注入空气可提高排卵前卵泡的显影效果。

分布的蛇类

蛇在放射学检查过程中通常较难摆位和固定，除非进行麻醉。如果检查目的仅为排除高密度异物或卵，蛇可保持自然盘曲姿势进行拍摄。若需详细评估骨骼系统、呼吸系统或消化系统，则必须将蛇体充分伸展，通常需要实施麻醉（参见玉米蛇 X 线片）。

玉米蛇 X 线片

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雌性玉米蛇 X 线片。上图：普通右侧位片；下图：钡剂灌肠后的背腹位片。可见肠腔外软组织肿块头侧存在明显便秘。活检证实该肿块为颗粒细胞瘤。

图片由 Stephen Divers 博士提供。

可使用塑料保定管进行物理固定，但保定管可能产生放射伪影。对于大型蛇类，通常需要拍摄多张 X 线片才能覆盖全身。侧位片最好采用水平射线拍摄，以避免内脏移位造成伪影。然而，当无法或不宜采用水平射线时，也可将蛇用胶带固定于侧卧位进行常规侧位拍摄。由于脊柱和肋骨的重叠，背腹位片的判读较为困难，但对于明显病变（如卵及矿化性肿块）仍具有较高诊断价值。

蜥蜴

小型蜥蜴通常可通过胶带固定于 X 线暗盒或检查台上完成背腹位拍摄（参见水龙 X 线片）。将棉球用自粘胶带包裹后覆盖双眼，常可诱发血管迷走神经反应，使蜥蜴保持安静、不动。背腹位片有助于发现异物、肠道嵌塞、卵或其他体腔肿块。对于蜥蜴，采用水平射线可获得最佳侧位影像，尤其适用于呼吸系统检查。拍摄时，应将 X 线球管旋转 90°，并将暗盒垂直放置于蜥蜴身体后方。将蜥蜴身体垫高（如使用卷起的毛巾或泡沫垫），或将前肢向头侧、后肢向尾侧固定，可减少四肢与体腔结构重叠。

鳄类的 X 线摆位及影像判读原则与蜥蜴基本相同。

水龙背腹位 X 线片

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两只水龙的背腹位 X 线片。左图显示正常的骨骼矿化。右图可见全身骨质脱矿、骨皮质变薄及病理性骨折（箭头），影像学表现符合继发性营养性甲状旁腺功能亢进症。

图片由 Stephen Divers 博士提供。

龟鳖类

对于垂直射线背腹位 X 线片，多数清醒状态下的龟鳖类能够保持足够长时间静止，以完成曝光。理想情况下，应使头部和四肢伸出龟壳，以减少四肢肌肉与体腔内脏器之间的重叠。对于活动较活跃的个体，可采用胶带固定于暗盒上，或置于X 线可透容器内进行拍摄。但对于体型较小的动物（曝光剂量较低），应尽量避免使用容器固定，因为容器材料可能产生影像伪影。（参见龟鳖类 X 线片。）

对于水平射线侧位 X 线片，最好将龟鳖类放置于中央腹甲支撑物（如大型塑料药瓶）上，以促使其伸展头部和四肢，同时保持身体稳定。应分别拍摄左侧位和右侧位片，并使龟壳侧缘贴近（或尽可能接近）X 线暗盒。

第三个基本体腔投照位为水平头尾位（也称“前后位”）。拍摄时，将龟鳖类放置于中央腹甲支撑物上，使背甲尾缘贴近（或尽可能接近）暗盒；头部朝向 X 线球管，射线束对准背甲前缘中线位置。

此外，还可增加肩带和骨盆带的斜位片，以便更清晰地显示关节脱位及骨折。

龟鳖类背腹位 X 线片

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希腊陆龟 (Testudo graeca) 背腹位 X 线片。可见多个异常卵，其中一个位于膀胱内，并被尿酸包裹形成大块尿石。

图片由 Stephen Divers 博士提供。

龟鳖类头部和四肢的放射学检查通常需要将其充分伸展，因此往往需要实施全身麻醉。沙袋、泡沫垫及胶带均有助于固定体位。规范的影像判读要求同时获取标准侧位片和标准背腹位片；即使仅有轻微旋转，也会增加影像判读难度。

爬行动物超声检查

超声检查是一种十分有价值、但长期以来常被低估的诊断技术，目前已越来越广泛地应用于爬行动物临床诊断。超声尤其适用于检查组织实质、引导组织穿刺，以及结合彩色多普勒血流成像评估心脏疾病。由于爬行动物体型差异较大，因此需要根据动物大小选择不同频率的探头。超声波无法穿透矿化组织或空气，因此对于呼吸系统及胃肠道疾病的检查存在明显局限性。

大型爬行动物通常需使用 5 MHz 探头；而大多数其他爬行动物使用 7.5 MHz 或 12 MHz 探头即可满足检查需要。对于体型极小的动物或眼部超声检查，则更适合使用 20 MHz 探头。为了获得良好的声学耦合和清晰图像，通常需要使用大量超声耦合剂，或采用水浴法进行检查。检查时最好使动物保持胸骨卧位；如无法做到，则应充分考虑背卧位或侧卧位导致内脏器官移位对影像判读的影响。

超声检查可作为 X 线检查的重要补充，尤其适用于评估生殖系统（观察卵巢活动，并鉴别排卵前与排卵后滞卵），肝脏和胆囊，泌尿系统，软组织肿块及心脏。超声还曾被用于引导肝脏活检，但由于已有报道指出该技术可导致蛇类和蜥蜴发生严重医源性损伤，因此目前不推荐采用超声引导肝脏活检。

爬行动物 CT 与 MRI 检查

CT（计算机断层扫描）能够提供高分辨率、高细节的影像，其软组织分辨能力也优于普通 X 线检查。因此，对于许多爬行动物疾病，CT 已成为首选影像学检查方法。建议同时获取增强前和增强后图像，并分别采用软组织算法和骨算法进行重建。现代 CT 设备扫描速度较快，通常仅需物理保定或轻度镇静即可完成检查，无需实施全身麻醉。

相比之下，MRI（磁共振成像）即使采用高场强 (3~7 Tesla) 磁体，扫描时间通常仍明显较长，因此一般需要实施全身麻醉。MRI 的空间分辨率通常低于 CT，但软组织分辨能力更强，因此中枢神经系统 (CNS) 检查通常优先选择 MRI。

爬行动物采血

静脉穿刺采血在爬行动物中通常属于盲穿技术。健康爬行动物一次通常可安全采集每 100 g 体重不超过 0.5 mL 的血液；对于体况较差的动物，采血量应进一步减少。目前，大多数爬行动物的血液学和生化参考数据仍较为有限。此外，血液指标还会受到物种、环境、营养状况、年龄、性别/繁殖状态以及冬眠等多种因素的显著影响。鉴于上述变异性，以及目前多数参考区间尚未符合美国兽医临床病理学会 (American Society for Veterinary Clinical Pathology) 制定的参考区间建立标准，已发表的参考值临床参考意义有限。因此，临床上更应重视建立个体自身的参考范围，并通过连续采样动态监测血液学及生化指标的变化。

采用剪趾甲采血可能导致粪便或尿酸盐污染，同时由于采集的是外周组织血液及存在组织挤压损伤，还可能引起组织酶升高、血常规及电解质检测结果发生改变。更重要的是，剪趾甲采血还涉及动物伦理和福利问题，因此采用该方法采血是不可接受的。

蛇类最常用的静脉采血部位为尾静脉（腹侧尾静脉，caudal (ventral tail) vein）；另一采血部位为心脏，但通常不推荐作为首选。尾静脉穿刺应在泄殖腔后方、尾部长度约 25%~50% 处进行，并应避开雄性成对的半阴茎（参见蟒蛇采血图片）。仅当其他采血途径失败时，才应考虑心脏穿刺采血，因为已有报道指出，该操作可引起包括致死性心包积血在内的严重并发症。如确需进行心脏穿刺，应考虑实施麻醉，因为在清醒状态下进行此类操作，对于哺乳动物和鸟类均被认为不符合动物伦理要求。

对于蜥蜴，临床最常用的采血血管同样为尾静脉（腹侧尾静脉），最佳穿刺位置位于尾部长度约 20%~80% 之间。对于龟鳖类，颈静脉通常被认为是最理想的采血部位，因为背甲下窦以及肱静脉、股静脉和尾背静脉更容易受到淋巴液或脑脊液污染（参见绿鬣蜥采血和陆龟颈静脉采血图片）。

蟒蛇采血

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从蟒蛇尾静脉（腹侧尾静脉）采血。注意：穿刺时针头与皮肤呈 45° 角进针。

图片由 Stephen Divers 博士提供。

绿鬣蜥采血

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从绿鬣蜥尾静脉（腹侧尾静脉）采血。

图片由 Stephen Divers 博士提供。

陆龟颈静脉采血

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对一只地鼠陆龟 (Gopherus polyphemus) 进行右侧颈静脉穿刺采血。颈静脉位置较浅，位于鼓膜鳞后方，在颈部横断面约 2~3 点钟方向（右侧）和 9~10 点钟方向（左侧）的外侧至背外侧位置。

图片由 Jessica Comolli 博士提供。

爬行动物尸体剖检

只要条件允许，应尽可能进行详细的尸体剖检 (necropsy)，因为该检查通常能够提供明确诊断。当饲养群体中发生疾病暴发时，临床兽医可建议对一只或多只患病动物实施选择性安乐死并进行尸体剖检，因为这通常是最高效且最具成本效益的诊断方式。新鲜尸体剖检可采集器官组织、血液及其他体液用于实验室检查。然而，对于死亡后仍留置于加热饲养环境中的爬行动物，其采集的微生物学样本，尤其是细菌学样本，应谨慎解读。

爬行动物外科手术

总体而言，爬行动物外科手术应遵循与家养动物外科相同的基本原则。然而，爬行动物具有特殊的解剖结构，同时在术前准备、体位摆放及手术器械选择等方面也存在特殊要求。本节仅作基本介绍。在对任何爬行动物实施外科手术之前，均应充分查阅有关爬行动物解剖学、生理学、饲养管理、麻醉学及外科学以及家养动物外科相关文献。

对于真正的大型物种（如巨型陆龟），建议使用适用于大型动物的坚固手术器械。对于体重 5~50 kg 的爬行动物，大多数小动物外科器械即可满足需要。然而，大多数宠物爬行动物体重不足 1 kg，因此通常需要使用显微外科器械。显微器械并非普通器械的缩小版，而是经过平衡设计、具有精细小型工作端的专用器械。由于显微器械价格较高，眼科手术器械通常可作为较经济的替代选择。塑料自持牵开器 (self-retaining retractors) 可根据切口大小调节，不会影响动物通气。较小型号的标准腹部牵开器也可使用，但重量相对较大。对于小型蜥蜴和蛇类，眼睑牵开器可用于牵开体腔切口。

对于体内软组织缝合，推荐使用快速吸收缝线，如聚乙交酯-己内酯共聚物缝线 (poliglecaprone 25)。若需要较长时间维持组织支撑，则优先选择聚对二氧环己酮缝线 (polydioxanone) 或尼龙缝线。皮肤缝合同样推荐使用聚乙交酯-己内酯共聚物缝线、单丝尼龙缝线或聚对二氧环己酮缝线；但对于巨型陆龟、鳄类及蜥蜴，有时需采用金属丝缝合。对于龟鳖类腹甲闭合及龟壳修复，则常采用环氧树脂或低温兽医丙烯酸树脂。

由于大多数宠物爬行动物体重不足 1 kg，因此手术过程中采用一定倍率的放大设备具有明显优势。头戴式或眼镜式手术放大镜（2~4 倍放大）配合专用卤素灯或氙灯光源，价格适中、用途广泛、佩戴舒适且操作方便。在手术过程中，部分硬性内镜系统还可配合显微观察镜，实现进一步放大观察。

健康爬行动物通常能够耐受每 100 g 体重失血 0.4~0.8 mL。然而，需要接受手术的爬行动物往往已经存在不同程度的健康问题，而且术前可能已采集诊断用血样。因此，爬行动物在手术中能够承受的失血量可能要少得多。必须仔细考虑使用棉头压迫棒/涂抹器、血管夹以及射频电外科或激光等方法来尽量减少出血。

患病动物体位应根据物种及手术类型来决定。应注意以下几点：

• 确保头颈部位置不会影响通气；

• 避免头部、四肢或体腔受到过度压迫，以防发生压迫性坏死、内脏破裂或肺通气不足；

• 避免任何关节长时间处于过度伸展或过度屈曲状态；

• 确保手术部位易于暴露，同时避免术者因操作姿势不良而产生疲劳。

沙袋、豆袋、泡沫支撑物和胶带均可用于维持患者体位。术者采用坐位操作，并将双臂支撑于带衬垫的操作台面上，有助于提高操作控制力并减轻疲劳。

爬行动物皮肤切开后，其切缘通常会向内翻卷。因此，建议采用外翻缝合方式（如水平褥式缝合），以确保皮肤切缘良好对合，并避免日后发生脱皮异常。皮肤缝线应选用单丝缝线。对于涉及龟甲或含有骨板的厚角化皮肤修复，可能需要使用钢丝缝线。也有人推荐使用皮肤缝合钉，因为其能够产生轻度外翻效果。由于爬行动物创口愈合时间较长，术后 6~8 周方可拆除缝线。

术后应重点关注镇痛，并持续监测水合状态、环境温度、营养状况和卫生条件。已有研究证实，爬行动物能够产生受阿片类物质调节的疼痛反应。疼痛会延缓哺乳动物创伤愈合过程，并抑制免疫系统的正常功能，目前没有证据表明爬行动物不存在类似机制。临床上，接受镇痛治疗的爬行动物通常较未接受镇痛治疗者恢复更好。因此，术后应常规继续实施预防性镇痛，使用阿片类药物和（或）非甾体抗炎药 (NSAIDs)。

目前，美国食品药品监督管理局 (FDA) 批准用于爬行动物的药物很少。药物可通过多种途径给药，包括经口 (PO)、皮下 (SC)、肌内 (IM)、静脉内 (IV)、心内、体腔内、骨内、滑膜内及气管内注射。某些药物还可局部外用，或经泄殖腔给药、吸入（雾化）给药，或直接病灶内给药。

由于爬行动物属于变温动物，当环境温度超出最适温度范围 (POTZ) 时，会显著影响药物的分布、代谢、排泄及消除半衰期。一些治疗方案会规定治疗期间应将爬行动物维持于固定温度下。如果已有该药物的药代动力学资料，则其药物清除过程是已知且相对恒定的。然而，如果规定的温度低于或高于治疗物种的最适温度范围，则可能导致应激和机体衰弱。即使规定的治疗温度位于该物种的最适温度范围，持续暴露于固定温度环境同样可能造成应激。

爬行动物具有发达的肾门静脉系统；来自身体后半部的血液在进入体循环静脉之前，会先流经肾脏。因此，经身体后半部注射的药物，如果主要通过肾小管分泌排泄，其半衰期可能缩短。然而，研究表明，这些影响通常没有临床意义 (1)。真正需要关注的是，将具有肾毒性的药物注射于身体后半部时，药物可能以较高浓度到达肾组织。此外，注射于身体后半部的药物还可能受到肝脏首过效应的影响。因此，所有药物均应注射于身体前半部。陆龟、淡水龟和海龟的龟甲均属于活组织，因此，所有龟鳖类的给药剂量均应按照总体重计算。

爬行动物内镜检查

内镜检查已被证明在爬行动物医学中具有广泛的应用价值。鉴于许多爬行动物体型较小且组织脆弱，微创技术未来仍有望持续发展。软性内镜适用于蛇类呼吸道内镜检查以及多种爬行动物的胃肠道 (GI) 内镜检查（见不同爬行动物胃肠道内镜检查和不同爬行动物气管支气管镜检查图片）。其主要缺点在于，软性光纤内镜所获得的图像质量不如相同直径的硬性内镜或视频内镜。然而，随着更小型视频内镜的不断发展，软性内镜在爬行动物中的应用方式有望得到进一步革新。

不同爬行动物的胃肠道内镜检查

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口腔镜检查、食管镜检查和胃镜检查。A) 放射陆龟 (Astrochelys radiata) 口腔，可见后鼻孔 (choana)、硬腭 (p)、肉质舌 (t) 及声门（箭头）。B) 缅甸蟒 (Python bivittatus) 充气扩张后的食管。C) 绿鬣蜥 (Iguana iguana) 食管，经生理盐水灌注后的内镜视野。D) 草原巨蜥 (Varanus exanthematicus) 胃部，可见正常胃皱襞（箭头）。E) 患隐孢子虫病的玉米蛇 (Pantherophis guttatus) 胃壁肥厚。F) 另一条因长期反流就诊的玉米蛇，其平滑肌瘤 (l) 阻塞幽门流出道。

图片由 Stephen Divers 博士提供。

不同爬行动物的气管支气管镜检查

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气管支气管镜检查。A) 希腊陆龟 (Testudo graeca) 气管，可见完整的气管环。B）球蟒 (Python regius) 气管，可见明显的背侧韧带（箭头）。C）绿鬣蜥 (Iguana iguana) 气管分叉及主支气管。D）绿鬣蜥简单囊状肺。E）豹纹变色龙 (Furcifer pardalis) 具有分隔结构的肺。F）球蟒感染分枝杆菌属 (Mycobacterium spp) 所致的肉芽肿性肺炎。

图片由 Stephen Divers 博士提供。

由于大多数宠物爬行动物体型紧凑，加之其具有体腔 (coelomic) 结构特点，硬性内镜在许多临床情况下均具有较高的应用价值。虽然设备规格必须与动物体型相匹配，但总体而言，1.9 mm 和 2.7 mm 的内镜镜体及套管系统适用于绝大多数宠物爬行动物，可实现气体充盈、液体冲洗及活检等操作（见不同爬行动物内镜病变及肾活检和不同爬行动物内镜病变及肝活检图片）。

不同爬行动物的内镜病理学及肾活检

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内镜病变及肾活检。A) 一只因厌食和恶病质就诊的绿鬣蜥 (Iguana iguana)，可见肾脏 (k) 肿大并伴发肾囊肿 (c)。X 线检查和超声检查均证实肾脏增大，血浆生化检查显示钙∶磷比例倒置且尿酸升高。内镜活检最终确诊为肾小球肾病，并伴有肾性痛风及矿化（左侧体腔镜入路）。B) 一只因厌食、精神沉郁和多尿就诊的雌性希腊陆龟 (Testudo graeca)，可见异常肾脏 (k) 及纤维束（箭头）。影像学检查及临床检查均未见明显异常，但肾活检最终确诊为重度肾小管肾病（左侧股前窝入路）。C) 采用 1.7 mm 活检钳 (b) 对鬣蜥科动物肾脏 (k) 进行活检（右侧体腔镜入路）。D) 采用 1.7 mm 内镜剪刀 (s) 切开黄腹滑龟 (Trachemys scripta scripta) 尾背侧体腔膜 (m)，以进入体腔后肾 (左侧股前窝入路)。E) 切开体腔膜 (m) 后显露肾脏 (k)（左侧股前窝入路）。F) 将活检钳 (b) 经切口送入，对肾脏 (k) 进行活检取样（左侧股前窝入路）。

图片由 Stephen Divers 博士提供。

不同爬行动物的内镜病理学及肝活检

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内镜病变及肝活检A）一只俄罗斯陆龟 (Agrionemys horsfieldii) 的小肠明显扩张。该草食性陆龟因饲喂乳制品而发生发酵性肠炎（左侧股前窝入路）。B) 一只幼年放射陆龟 (Astrochelys radiata) 因间歇性厌食和生长不良就诊，可见残留且浓缩的卵黄囊 (y)。临床检查及影像学检查均未见明显异常，但在内镜辅助下将其切除后即获得痊愈（左侧股前窝入路）。C）一只绿鬣蜥 (Iguana iguana) 因厌食及偶发反流就诊，可见慢性肝纤维化。影像学检查未见明显异常，唯一的临床异常为餐后胆汁酸轻度升高。内镜活检最终确诊为重度肝纤维化伴胆汁淤积（左侧体腔镜入路）。D) 一只阿尔达布拉象龟 (Aldabrachelys gigantea) 因间歇性厌食就诊，可见肝脏 (l) 颜色苍白。所有肝功能指标均无明显异常，但肝活检最终确诊为重度肝脂沉积症（左侧股前窝入路）。E) 一只绿鬣蜥因精神沉郁和厌食就诊，可见弥漫性肝肿大 (l)。影像学检查及肝脏生化指标均未见明显异常，但存在中度白细胞增多，以异嗜性粒细胞和嗜天青颗粒细胞增多为主。内镜肝活检最终确诊为克雷伯菌属 (Klebsiella) 引起的细菌性肝炎，经针对性治疗后痊愈（左侧体腔镜入路）。F) 采用 1.7 mm 活检钳 (b) 自龟鳖类肝脏 (l) 边缘获取活检组织（左侧股前窝入路）。

图片由 Stephen Divers 博士提供。

充盈是获得足够镜头与组织间距离、从而实现清晰观察的必要条件。胃肠道内镜检查通常使用空气和（或）生理盐水进行充盈；体腔镜检查则优先采用医用级 CO₂ 或生理盐水。体腔内压力通常无需超过 5 mmHg。对于体型较小的新生幼体，或在空腔器官（如膀胱、输卵管、泄殖腔或胃）内进行内镜检查时，可采用加温无菌生理盐水持续冲洗，其成像清晰度通常优于气体充盈。

建议所有内镜检查均在全身麻醉下进行。某些检查（如口腔和泄殖腔检查）可在动物保持清醒或镇静状态下，借助开口器或其他适当保定装置完成；然而，为避免损伤动物、医护人员或设备，仍以完全制动为宜。对于体腔镜检查，麻醉属于必需措施。

爬行动物的药物剂量与异速生长换算 (Allometric Scaling)

目前已发表大量关于爬行动物的药代动力学研究，这些研究应作为确定药物剂量最可靠的信息来源。当缺乏某一物种的特异性资料时，可参考亲缘关系较近物种的数据进行推算。如果某一物种既缺乏药代动力学数据，也没有可靠的临床应用经验，则可能需要依据其他动物的药代动力学资料进行外推。

异速生长换算 (Allometric Scaling) 是依据代谢率而非体重计算药物剂量和给药频率的方法。其基本计算公式如下，其中 W 为体重 (kg)，K 为能量常数，对于大多数爬行动物，K = 10。对于缺乏相关数据的物种，可利用已有药代动力学资料的已知物种（对照物种），无论其为其他爬行动物、哺乳动物还是鸟类，通过以下公式推算药物剂量及给药频率：

最低能量消耗 = K (W^0.75)

单位最低能量消耗 = K (W^-0.25)

爬行动物的抗菌药物

爬行动物的许多细菌感染由革兰氏阴性菌引起，尤其包括假单胞菌属, 气单胞菌属 (Aeromonas), 檬酸杆菌属 (Citrobacter), 檬酸杆菌属 (Klebsiella) 和变形杆菌 (Proteus) 属。许多细菌已对多种常用抗菌药物（包括恩诺沙星）产生耐药性，同时许多革兰氏阴性菌对某些抗菌药物可能表现出非预期的敏感性。因此，在开始治疗前，应采集样本进行革兰染色、细胞学检查以及细菌培养和药物敏感性试验。

在等待药物敏感性试验结果期间，通常仍需开始抗菌治疗。在这种情况下，并遵循抗菌药物合理使用的原则，增效磺胺类药物、四环素类药物和氨基糖苷类药物应作为一线治疗药物（见表爬行动物常用抗菌药物）。

二线药物（如第三代头孢菌素类和氟喹诺酮类）应仅用于已证实对一线药物耐药的病例。对于厌氧菌感染，可使用青霉素、甲硝唑、林可霉素或克林霉素。临床常规使用高级广谱抗菌药物，意味着临床医生的诊疗水平较低。

真菌和酵母菌感染在爬行动物中较为常见。长期不合理使用广谱抗菌药物的爬行动物尤其容易发生胃肠道真菌病和皮肤真菌病。皮肤真菌病通常可通过清创并局部应用抗真菌药物进行治疗。胃肠道真菌感染可使用制霉菌素治疗，而全身性真菌感染则可能需要使用伊曲康唑、氟康唑或伏立康唑。对于肺真菌病，抗真菌药物可采用雾化吸入、气管内注射或肺内注射等方式给药。

疱疹病毒可导致龟鳖类动物发生严重疾病，甚至死亡。在疱疹病毒感染早期，阿昔洛韦已被证明具有一定的治疗效果。

爬行动物的驱寄生虫药

爬行动物常用的驱寄生虫药见表爬行动物常用驱寄生虫药。驱寄生虫药过量可导致药物中毒，临床上可表现为神经系统症状，包括癫痫发作。伊维菌素禁用于龟鳖类动物，在部分鬣蜥科蜥蜴、石龙子和靛蓝蛇中也有不良反应的报道。米尔贝霉素已成功用于箱龟和泽龟的治疗；然而，由于存在更安全的替代药物，所有龟鳖类动物均应避免使用伊维菌素和米尔贝霉素。氯菊酯已获准用于爬行动物，似乎对螨和蜱具有良好的安全性和有效性。

爬行动物的其他药物

用于治疗爬行动物其他疾病的药物剂量见表爬行动物其他常用药物。

爬行动物的液体治疗

爬行动物的脱水通常与长期厌食、缺乏可获得的饮水或水分丢失增加（如烧伤）有关，而不是由频繁呕吐或腹泻导致的混合电解质丢失。爬行动物的水分平衡与哺乳动物有所不同。按单位体重计算，爬行动物的总体水含量较高 (63.0%~74.4%)，细胞内液比例也较高 (45.8%~58.0%)。这些数值在淡水爬行动物中最高，陆栖爬行动物次之，海洋爬行动物最低；非海洋爬行动物体液的等渗盐水浓度约为 0.8%。因此，有研究认为，常规 0.9% 生理盐水对于大多数爬行动物而言浓度可能偏高。

渗透压为 260~290 mOsm/L 的平衡晶体液似乎适用于爬行动物液体治疗。一般而言，维持液量约为 5~15 mL/kg，每 24 h；脱水纠正阶段通常按维持量的 2 倍给予，即 30~40 mL/kg，每 24 h。对于需要快速扩容的危重病例，可连续数小时按 3~5 mL/kg/h 的速度输液。

在许多情况下，只需将爬行动物置于最适温度范围内饲养箱中的浅温水中浸泡，即可促进其自主饮水。当动物能够且愿意自主饮水时，此方法即可满足补液需求。然而，在许多病例中，仍需通过胃管进行口服补液。用于口服补液时，可使用哺乳动物电解质溶液，但最好再稀释 10%~15%，配制成轻度低渗溶液。龟鳖类动物在浸泡过程中可通过泄殖腔吸收大量水分，其他爬行动物可能也具有这一能力。

口服液体治疗适用于满足维持液需求、纠正轻度脱水，以及给予口服药物和营养支持。对于精神状态良好且活动正常的爬行动物，这是首选给液方式，因为其有助于维持胃肠道功能，并且在环境温度适宜时液体吸收迅速。反复经胃管补液会造成较大应激，且对于不配合的龟鳖类动物操作较困难，因此，对于需要长期口服治疗的动物，建议置入食管造口管（见陆龟食管造口管图片）。

陆龟食管造口管

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红腿陆龟 (Chelonoidis carbonaria) 的食管造口管。对于龟鳖类而言，食管造口管是一种实用的方法，可长期提供口服液体、营养支持或口服药物，尤其适用于常规给药较困难的病例。

图片由 Stephen Divers 博士提供。

皮下可给予较大量液体；然而，对于中度至重度脱水病例，通常优先选择体腔内、静脉内 (IV) 或骨内给液。

体腔内输液较胃管补液速度更快、应激更小，并可一次给予更多液体。大量体腔内液体可能影响肺功能，且吸收速度较慢；另一方面，静脉导管置入并不容易，常需实施静脉切开术 (cut-down) 才能完成。

对于体型较大的、濒死的蛇类急症病例，可置入心内导管进行输液。输液最好采用注射泵或输液泵控制速度。若无此类设备，可将全天输液总量分为 8 次缓慢推注，每 1~3 h 给药一次，每次缓慢注射 10~20 min。静脉导管通常最长可留置 72 h，心内导管最长可留置 24 h，中心静脉导管则可留置数周。

骨内输液在蜥蜴和小型鳄类中更易实施。穿刺针应进入长骨骨髓腔，可通过抽吸骨髓或 X 线检查确认位置是否正确。患骨营养不良的蜥蜴通常禁忌采用该方法。骨内输液与静脉输液的输液速度基本相同。一般情况下，1.2~1.7 mL/kg/h 适用于脱水纠正；对于危重病例，最初 2~3 h 可按 3~5 mL/kg/h 的速度输液。

由于爬行动物丢失的水分主要来自细胞内液而非血浆，因此胶体液的应用不如哺乳动物常见；但在急性失血时仍可使用胶体液。若发生严重失血（即红细胞压积 (PCV) < 5%），可通过静脉内或骨内途径输注全血。目前认为，至少对于单次输血而言，无需进行交叉配血。理想情况下，供体与受体应为同一物种。