对于大多数两栖动物物种，饲主可使用带有良好通风孔的塑料容器，并在内部垫上湿润的纸巾将其运送至兽医诊所。在运输过程中，饲主应特别注意环境温度，以防止动物发生热应激或冷应激。兽医需注意，运输途中暴露于室外温度可能会极大地影响两栖动物的精神状态。抵达诊所后，应将两栖动物安置在其生理最适温区 (POTZ) 内，因为常规爬行动物病房温度偏高，并不适合多数两栖动物。
两栖动物适宜运输容器的照片。一个干净的塑料容器，盖子上扎有通风孔，内垫湿润的纸巾以维持湿度。可将运输容器放入冷藏箱或保温袋中以维持稳定的温度。
图片由 Taylor Yaw 博士提供。
兽医在开始检查前，应进行详尽的病史采集，包括对患畜饮食结构与采食情况、环境条件（湿度、温度梯度、光照周期、光源类型及摆放位置）、繁殖状态、近期引入或死亡动物的情况、用药及消毒方案，以及水质检测数据的详细描述。核查食物和水质记录有助于识别值得关注的异常趋势。必须特别关注维生素和矿物质补充剂的类型及使用方法。饲养箱的照片对于评估饲养环境的设置与规范具有重要价值。应使用大多数宠物店均有售的简易测试盒，对动物饲养箱中的水样进行氨、硝酸盐、亚硝酸盐、pH 值、硬度、碱度、余氯以及潜在重金属的分析。对于超出正常参数范围的检测结果，兽医应考虑送检专业水质机构复核确认。饲主必须在采集水样的同时测量并记录空气和水温。
在接触患畜前，应先观察其体况、敏捷度、姿势及行为。同时应观察其呼吸状态，包括喉部运动和肺呼吸。如果两栖动物无法维持身体平衡或表现出异常的游泳姿态，则应怀疑存在神经功能损伤。在抓取患畜前，还应目视观察动物是否排便或产卵。
在接触患畜前，必须封堵检查室内所有可能的逃脱路线，如通风管道和水槽下水道等。检查室的温度应保持在 21°~24°C 之间，或在已知情况下维持在该动物的 POTZ 内。执行保定操作时应佩戴湿润的无粉乙烯基手套（不可使用乳胶手套）。为避免交叉感染，每检查完一只动物均应更换手套；同时应将抓握时间降至最低，以防止因人手体温传导导致动物发生热应激甚至死亡。对于体表湿滑的动物，可使用无创伤捞网、装有原缸水的塑料袋或湿毛巾进行保定。在进行 X 光片摄影或超声波检查时，可将两栖动物短暂置于湿润自封袋中。必须格外小心，确保所有与两栖动物直接接触的设备上均无消毒剂的有毒残留物。
东部隐鳃鲵成体（美洲大鲵）的背腹位 X 光片显示，其关节间隙内存在大量软骨，这在临床上有时会被误诊为代谢性骨病病变。
图片由 Taylor Yaw 博士提供。
在抓取时，大多数健康的两栖动物会试图挣脱，并缩回被抓住的四肢。许多两栖动物会咬人。
在进行体格检查时，需要冷光源、充足的照明以及放大镜。应使用光源对体腔及其他身体部位进行透照，以便进一步评估。裂隙灯不仅可用于检查眼部结构，也可辅助观察体表病变。
可使用索引卡边缘、塑料卡片、薄吉他拨片或橡胶刮刀来撑开患畜的口腔。应评估黏膜颜色并记录任何可见病变。对于表皮病变，应采集触片或皮肤刮片样本进行细胞学评估。通常可通过观察剑突表面的皮肤搏动，或使用多普勒超声探头来测定心率。由于肺呼吸（若存在）依赖于口腔泵气产生的正压通气，因此应通过观察下颌间隙的快速运动（即喉部呼吸）评估呼吸频率。鼻孔应保持通畅，无黏液和气泡阻塞，否则可能提示呼吸系统疾病。有时可在口咽部黏液中检测到多种呼吸道寄生虫（如棒体线虫属 [Rhabdias]）的虫卵或幼虫。
眼部病变可能包括结膜、角膜、虹膜及晶状体的改变。角膜疾病（包括非特异性角膜炎和脂质角膜病变）在临床上较为常见。通过体腔触诊，可探查是否存在滞留的卵块、膀胱结石、异物或肿瘤。体腔积水与皮下水肿（全身性水肿及腹水）较为常见。对于通过超声引导穿刺抽取的液体，应进行生化分析和细胞学评估，同时建议开展细菌和真菌培养。使用明亮光源进行体腔透照，可极大辅助评估体腔膨胀的情况。
因裂头蚴病导致皮下水肿的澳洲绿树蛙 (Ranoidea caerulea) 照片。使用小号针头和注射器抽取积液有助于确诊。
图片由 Taylor Yaw 博士提供。
可从腹静脉、舌静脉、股静脉、尾静脉采集血液，或通过心脏穿刺采血，并将血液置于含锂肝素的采血管中以便用于血液学评估。可使用明亮光源透照目标静脉以辅助定位。应避免预先用锂肝素处理注射器，以防产生稀释效应。对于健康的两栖动物，采血量可达其体重的 1%；对于患病的两栖动物，采血量可达其体重的 0.5%。目前大多数两栖动物尚无统一血常规参考正常值，但细胞形态学和反应性改变可为临床诊断提供重要依据。对于在初次保定即会排尿的无尾目物种，可收集尿液进行分析。对于箭毒蛙等物种，可在喂食后将其放置在干净的湿纸巾上，从而收集到不受环境生物污染的粪便样本。粪便直接涂片和漂浮法检查有助于识别原生动物和后生动物寄生虫。
临床操作照片，展示通过体腔透照定位目标血管，以便在金眼树蛙 (Trachycephalus resinifictrix) 上进行静脉采血。
图片由 Taylor Yaw 博士提供。
两栖动物的给药途径包括口服、局部涂抹、浸浴或注射。口服给药需要牢固保定患畜并撑开其口腔。为确保给药剂量准确，应使用微量注射器和移液器。由于两栖动物的皮肤具有高度渗透性，许多药物可通过局部途径给药。但部分药物（如恩诺沙星）可能会产生刺激性，此时建议优先选择其他给药途径。此外，也可通过将两栖动物置于药浴中实施局部治疗。必要时，可在动物体表上方放置气泡垫或其他非磨蚀性材料，以确保其与药液充分接触。
在选择给药途径时，兽医应综合评估哪种方案能在实现最大药物吸收的同时，将对动物的应激降至最低。患有原发性皮肤疾病或胃肠道疾病的两栖动物，可能分别难以通过外用或口服途径有效吸收药物。注射给药通常采用肌肉注射 (IM)、体腔内注射、淋巴囊内注射或静脉注射 (IV)。
临床操作照片，展示使用微量注射器为两栖动物进行口服给药。可使用防水纸片、吉他拨片或其他薄片状材料轻柔地撑开患畜的口腔。操作人员应佩戴手套（无粉手套或经无氯水冲洗的手套），以保护兽医和患畜。
图片由美国国家水族馆提供。
临床操作照片，展示两栖动物的抓取与保定手法。抓取两栖动物时，需稳固且轻柔。操作人员应佩戴手套（无粉手套或经无氯水冲洗的手套），以保护兽医和患畜。
图片由美国国家水族馆 Brent Whitaker 博士提供。
两栖动物的麻醉
由于两栖动物体型较小且皮肤脆弱，镇静或浅麻醉可提高体格检查的质量与安全性，并有助于充分采集诊断样本。目前已有多种麻醉剂被应用于两栖动物，且大多通过浸浴方式给药。不同物种对这些镇静剂的反应存在差异，且受环境参数和患畜自身健康状况的影响。常用的药物包括三卡因甲磺酸盐 (MS-222)、盐酸氯胺酮、丙泊酚、阿法沙龙、异氟烷和七氟烷。浸浴麻醉剂应使用 pH 值呈中性的无污染水进行配制。体型较大的两栖动物在诱导麻醉后，可进行气管插管、通过吸入气体麻醉维持麻醉。由于存在肾门静脉系统，应避免在后肢注射药物。
三卡因甲磺酸盐是一种极易溶于水的白色细小结晶。可将其配制成 10 g/L 的储备液并保存，使用前再进行稀释。三卡因甲磺酸盐溶于水后呈酸性，必须使用缓冲剂（例如使用碳酸氢钠、氢氧化钠或磷酸氢二钠）调节酸碱度。大多数两栖动物通过皮肤吸收该药物，因此通常采用药浴浸泡方式给药。诱导麻醉时，可使用小号塑料袋或带盖的塑料容器。对于许多大型两栖动物，诱导麻醉剂量为 1~3 g/L；而蝌蚪诱导浓度更低，仅需 0.5 g/L。对于短时操作，应在完成后立即将动物移出并用清水冲洗体表。对于耗时较长的操作，可将其转入浓度为 0.1~0.4 g/L 的维持液中，因为浸浴麻醉的深度取决于时间和药物浓度。麻醉液中必须持续充氧以防缺氧，可通过溶氧探头监测，使水中的氧饱和度维持在接近 100% 的水平。
也可将异氟烷气体通入麻醉浴中、置于密闭容器内，或混入无菌润滑剂体表外用。然而，这种方式可能导致麻醉过深，并使操作人员暴露于麻醉气体中。此外，部分两栖动物可切换为无氧代谢，会显著延长吸入麻醉的诱导时间。
盐酸氯胺酮可按 75~125 mg/kg 的剂量进行经皮注射或背侧淋巴囊注射，但该药物难以维持外科麻醉深度，且苏醒期较长，肌肉收缩可能导致动物呈现木马样僵硬姿势。有报道表明，丙泊酚可通过体表涂抹、体腔内注射或静脉注射 (9~30 mg/kg) 进行麻醉，但其诱导时间、麻醉深度及苏醒时间均不稳定。
阿法沙龙是一种具有神经活性的合成类固醇，已被广泛用作多种物种的镇静剂。其剂量范围似乎因物种和温度而异。总体而言，无尾目物种需要较高的剂量 (20~30 mg/kg)，而有尾目物种达到相似镇静水平所需的剂量则低得多 (<10 mg/kg)。阿法沙龙的镇痛作用似乎微乎其微，因此建议额外给予镇痛药。
两栖动物对阿片类药物和 α2 受体激动剂（如右美托咪定）表现出剂量依赖性的镇痛反应。报告表明，其镇痛剂量范围跨度极大，低剂量 0.15-0.60 mg/kg（皮下注射1/肌内注射），高剂量可达 40-120 mg/kg（皮下注射2）。然而，10 mg/kg 的剂量并不能对蛙类产生镇静作用，动物仍能保留角膜反射、翻正反射和后肢回缩反射。3
在实施麻醉前，应测定基础心率。对于部分两栖动物，可在保定前于薄塑料容器底部涂抹超声凝胶，并使用多普勒超声探头测定心率。也可使用脑电图针在两栖动物身上获取心电图 (ECG)。由于两栖动物可通过皮肤进行呼吸，因此仅观察喉部运动并不能准确判断其组织灌注和氧合状态。
参考文献
Whiteside DP.Don't Let it Croak:Clinical Approach to Amphibian Emergencies.67th Convention of the Canadian Veterinary Medical Association, 2015.
Wright KM.Chapter 90:Amphibian formulary.In:Divers S, Stahl S, eds.Mader's Reptile and Amphibian Medicine and Surgery.3rd ed. Elsevier, 2017;1140-1146.
Brenner G, Klopp A, Deason L, et al. Analgesic potency of alpha adrenergic agents after systemic administration in amphibians.J Pharmacol Exp Ther 1994; 270:540~545.
两栖动物的安乐死
两栖动物的死亡判定难度较高，因为其心脏在死后仍会继续跳动。虽然可使用 ECG、多普勒超声探头或常规超声检查来判定死亡情况，但更应考虑在全身麻醉状态下实施物理安乐处置（如脊髓捣毁术、体重 <4 g 个体可快速冷冻、断头）。在实施物理干预前，可先通过注射过量麻醉剂（如氯胺酮、替来他明-唑拉西泮、丙泊酚或阿法沙龙）诱导麻醉。
如果条件允许，可将动物浸入缓冲三卡因甲磺酸盐 (5~10 g/L) 或盐酸苯佐卡因 (≥ 250 mg/L) 溶液中以诱导麻醉。
尽管也可使用吸入性麻醉剂来诱导麻醉，但许多两栖动物具有屏气和血液分流的能力，这会延长麻醉诱导的时间。
除非动物体型足够小 (<4 g)，能够使其在液氮中发生即时且不可逆的死亡，否则低温冷冻是一种不可接受的安乐死方法。除非两栖动物对任何刺激均无反应，否则不应对其实施心内注射安乐死药物。对于卵，可采用冷冻或机械粉碎，因为这可实现瞬间死亡。幼体阶段的安乐死处理应与成体标准一致。
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Divers S, Stahl S, eds.Mader's Reptile and Amphibian Medicine and Surgery.3rd ed. Elsevier, 2017.
另请参阅有关两栖动物的宠物健康内容。
